产品组份
Buffer LP1: 25 ml (50T)
Buffer LP2: 10 ml (50T)
Buffer LP3 (concentrate): 21 ml (50T)
Buffer GW2 (concentrate): 15 ml (50T)
Buffer GE: 7.5 ml (50T)
RNase A（10mg/ml）: 300 μl (50T)
Spin Columns DM with Colletion Tubes 50: (50T)

自备试剂
无水乙醇。

实验准备
1．样品应避免反复冻融，否则会导致提取的DNA片段较小且提取量下降。 2．第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer LP3 加27ml无水乙醇和Buffer GW2 加45ml无水乙醇。使用前请检查Buffer LP1和Buffer LP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer LP1和Buffer LP2于56˚C水浴重新溶解。

操作步骤
1．取植物新鲜组织100 mg左右或干重组织约20 mg，加入液氮充分研磨。
2．将研磨后的粉末收集到离心管（自备）中，加入400 μl Buffer LP1和6 μl RNase A（10 mg/ml），涡旋振荡1分钟，室温放置10分钟，使其充分裂解。 注意：1）使用涡旋振荡或移液器吹打，充分裂解组织，组织裂解不完全会影响最终的DNA得率。2）请勿在使用前将Buffer LP1与RNase A混合。 3．加入130 μl Buffer LP2，混匀，涡旋震荡1分钟。
4．12,000 rpm（~13,400×g）离心5分钟，将上清移至新的离心管（自备）中。
5．加入1.5倍体积的Buffer LP3（使用前检查是否已加入无水乙醇），充分混匀（如500 μl滤液加入750 μl Buffer LP3）。注意：加入Buffer LP3后应立即混匀，可能会产生沉淀但不影响后续实验。
6．将上步所得溶液和沉淀全部加入到已装入收集管的吸附柱（Spin Columns DM）中，若一次不能加完溶液，可分多次转入。12,000 rpm 离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
7．向吸附柱中加入500 μl Buffer GW2（使用前检查是否已加入无水乙醇），12,000 rpm离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。 注意：如吸附膜呈现绿色，向吸附柱中加入500 μl无水乙醇，12,000 rpm 离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
8．重复步骤7。
9．12,000 rpm离心2分钟，倒掉收集管中的废液。将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。注意：这一步的目的是将吸附柱中残余的乙醇去除，乙醇的残留会影响后续的酶促反应（酶切、PCR 等）。
10.将吸附柱放到一个新离心管（自备）中，向吸附膜的中间部位悬空滴加50-100 μl Buffer GE或灭菌水，室温放置2-5分钟，12,000 rpm 离心1分钟，收集DNA溶液。-20˚C保存DNA。

注意：1）如果下游实验对pH值或EDTA敏感，可以用灭菌水洗脱。洗脱液的pH值对洗脱效率有很大影响，若用水做洗脱液应保证其pH值在7.0-8.5（可以用NaOH将水的pH值调到此范围），pH值低于7.0时洗脱效率不高。
2）离心之前室温孵育5分钟可以增加产量。 3）如果要提高DNA的终浓度，可以将步骤10所得的DNA洗脱液重新加至吸附膜上，重复步骤10；若洗脱体积小于100 μl，可以增加DNA的终浓度，但可能会减少DNA的总产量。如果所得DNA的量小于1 μg，推荐用50 μl Buffer GE进行洗脱。
4）因为保存在水中的DNA会受到酸性水解作用的影响，如需长期保存，推荐用Buffer GE洗脱并于-20˚C保存。